基于CRISPR/Cas9技术的烟草NtDXR基因敲除及功能分析

为研究烟草5-磷酸脱氧木酮糖还原异构酶(1-Deoxy-D-xylulose-5-phosphate reductoisomerase,DXR)基因的表达模式和功能,从普通烟草(Nicotiana tabacum)品种红花大金元中克隆了NtDXR基因,并通过荧光定量PCR技术分析了NtDXR在红花大金元不同发育时期、不同组织中的表达模式。同时利用CRISPR/Cas9技术构建了NtDXR敲除载体,获得了DXR基因突变的植株。结果表明:NtDXR基因在花中的表达量最高,在雌蕊和叶中次之;利用CRISPR/Cas9系统定点敲除NtDXR基因后,检测目的基因靶位点序列发现有碱基的插入、缺失与置换,并且部分T_0代转基因阳性植株呈现白化表型,暗示NtDXR基因在烟草叶绿素等色素合成过程中起重要作用,推测NtDXR基因的突变能阻断烟草质体色素的合成。     

基于CRISPR/Cas9技术的烟草CPS2基因敲除及功能分析

为明确柯巴基焦磷酸合酶基因(CPS2)的功能和调控机制,利用CRISPR/Cas9技术对高香气烤烟品系8306中的CPS2基因进行定向编辑,得到了7株靶位点单碱基A/T/C插入的转化植株。利用q-PCR技术分析转化植株二萜类关键基因的表达,并利用GC/MS分析叶面分泌物成分及香叶基香叶基焦磷酸(GGPP)含量(质量分数)。结果表明:(1)T0代转化植株CPS2及ABS表达量显著降低,冷杉醇和赖百当烯二醇含量也显著降低。(2)DXR表达量均显著升高,GGPP含量也大幅提高。(3)CYC-1和CYP71D16表达量差异较大,西柏三烯二醇出现小幅降低。(4)T0代转化植株的株高、茎围、叶间距、最大叶长、最大叶宽均增加。因此,敲除CPS2能够抑制赖百当类化合物合成,有助于上游途径中萜类合成前体GGPP的积累,可能抑制西柏三烯二醇积累,同时使植株表型性状发生变化。     

基于CRISPR/Cas9技术的烟草烟碱相关基因敲除及功能研究

CRISPR/Cas9是一种重要的基因组定向编辑技术,近年来在植物基因组的定向敲除和分子育种材料创制中得到了广泛应用。为了发掘可用于分子育种的低烟碱烟草,以烤烟品种K326为试验材料,利用CRISPR/Cas9基因组编辑技术对控制烟草烟碱合成和转运的5个基因（PMT1、QPT1、A622、NtNUP1和JAT1）进行定向敲除,并对T2代纯合基因型烟草植株进行烟碱含量检测。结果表明,定向敲除5个基因后获得100株成功编辑的T0代烟草植株,突变检出率为29.9%,突变类型以单碱基插入或删除为主。对定向敲除烟碱合成基因QPT1和转运基因JAT1的T1代纯合基因型烟草植株进行序列分析,发现存在4种突变类型,分别是插入一个T、C、A碱基的插入突变和一个缺失44个碱基的缺失突变,从而引发移码使得翻译的氨基酸链大幅缩短,其T2代植株上部叶烟碱含量显著低于野生型植株。综上所述,CRISPR/Cas9技术能够高效定向敲除烟碱关键基因,为低烟碱烟草分子育种提供了理论和技术支撑。     

CRISPR/Cas9介导烟草多基因编辑体系的应用

CRISPR/Cas9是一种新型的基因组定向编辑技术,近年来在烟草基因组的定向编辑中得到了广泛应用。CRISPR/Cas9介导的多基因编辑技术在许多物种中表现出很大的潜力,为了探索CRISPR/Cas9介导烟草多基因编辑的技术体系,本文针对烟草PCS1、HMA2、eIF4E、TOM3、TOM1 5个不同性状相关的基因构建了多靶点敲除的CRISPR/Cas9系统,并借助农杆菌介导的遗传转化技术转化烟草品种K326。对阳性植株的筛选、靶位点基因组的PCR扩增与测序分析表明,构建的CRISPR/Cas9多基因编辑系统成功转化到烟草中,能够同时靶向突变5个基因。5个基因同时突变的检出率为53.8%,单基因的突变检出率在76.9%与92.3%之间。进一步的脱靶检测分析显示,在所预测脱靶的候选位点上均未发生脱靶现象。本文构建的CRISPR/Cas9多基因编辑系统可将多个基因进行有效突变,为烟草基因功能研究和基于CRISPR/Cas9技术的多性状改良奠定了基础。      

CRISPR/Cas9系统在基因编辑和疾病治疗中的应用

基因编辑技术是目前基因功能和疾病治疗研究以及动物模型建立最主要的技术之一。CRISPR/Cas9技术作为一种新型基因编辑技术以易操作、耗时少、效率高等优点在基础生物医学和疾病研究方面得到广泛应用,大大方便了在体内外对靶向基因进行编辑的操作。它的出现不仅为科学研究提供了丰富的基因修饰动物,为剖析疾病发生及发展机制、药物靶点开发提供了强大的科研工具,给人类疑难遗传性疾病的治疗带来曙光。文章综述CRISPR/Cas9系统在细菌和哺乳动物中的作用机制,以及该技术的广泛应用及其突飞猛进的发展,同时阐述该技术存在的不足与对未来的展望。     

CRISPR/Cas技术在乳酸菌中的研究进展

乳酸菌是重要的食品发酵剂,其传统的基因遗传操作技术为同源重组,该技术为后续的基因编辑工作奠定了基础,但是也存在操作繁琐、效率低等不足。成簇的规则间隔短回文重复序列(clustered regularly interspaced short palindromic repeats, CRISPR)及其相关蛋白(CRISPR-associated protein, Cas)以其高效、便捷性推动了乳酸菌基因编辑的发展。该文综述了CRISPR的原理、分类,重点阐述了CRISPR操作系统在乳酸菌方面的应用。     

CRISPR/Cas9介导的果糖低消耗酿酒酵母工程菌的构建

利用酿酒酵母为宿主,以果糖为原料合成D-阿洛酮糖具有食品方面的先天优势。为了减少酿酒酵母宿主本身对果糖的消耗,对酿酒酵母的己糖激酶同工酶2(Hexokinaseisoenzyme2,hxk2)基因进行编辑。本研究采用CRISPR/Cas9技术,构建了Cas9和gRNA共表达质粒p YES2-CG-Δhxk2,以酿酒酵母BY4741为出发菌株,URA3为筛选标记,采用高效电击转化法和胞内同源重组技术,获得hxk2基因缺陷株BY4741-Δhxk2。在此基础上,进行果糖发酵实验以评估突变菌株的果糖消耗速率。实验结果显示,发酵培养14 h时,缺陷株BY4741-Δhxk2果糖消耗速率为3.35 mg/h;与野生型菌株相比其下降了6.42%。此外,发酵培养22 h,BY4741-Δhxk2的OD600nm值为8.65,相比于野生型提高了6.40%。研究表明,己糖激酶hxk2基因的缺陷编辑可以一定程度降低酿酒酵母对果糖的利用,同时缺陷株较野生型表现出一定的生长优势,这为后续以酿酒酵母为宿主生产D-阿洛酮糖奠定了初步基础。     

CRISPR/Cas系统——基因组定向编辑技术

CRISPR技术是近年来兴起的继锌指核酸酶和TALENs技术的第三代基因编辑技术,相比于之前的两种人工核酸酶,其具有许多无可替代的优势,并已在多种动植物中应用。文章就CRISPR系统的发现、分类、作用机制以及其优缺点和对外来应用的展望做综述介绍。     

基于CRISPR/Cas9系统的金针菇基因组编辑载体构建

采用高效基因编辑系统CRISPR/Cas9,构建金针菇基因Mads-8敲除载体及转化体系。以转录组数据为依据,通过分析基因Mads-8序列信息,选择高效的靶位点序列,同时加入筛选标记基因hph构建过渡载体sgRNA-T,通过菌落PCR鉴定和测序来验证靶位点序列是否正确插入。以表达载体pg Fvs-cas9为框架,酶切连接后构建重组敲除载体pg Fvs-Cas9-gRNA,PCR和酶切鉴定敲除载体。再以PEG介导的金针菇原生质体转化表达载体,在潮霉素抗性平板上筛选拟转化子,以拟转化子基因组DNA为模板扩增Cas9基因。结果显示,靶位点序列成功插入敲除载体且序列正确,重组质粒成功转化进金针菇的基因组。对金针菇基因组敲除载体的构建,为后续金针菇相关基因的功能验证及育种研究提供载体材料及理论依据。      

CRISPR/Cas9介导的低产尿素黄酒酵母工程菌的构建

通过代谢工程改造构建低产尿素的酿酒酵母工程菌,从根源上减少黄酒发酵液中尿素的含量及氨基甲酸乙酯(ethyl carbamate,EC)的形成。该研究利用融合PCR构建DUR3过表达组件"HOL-PGK1p-DUR3-PGK1tHOR",通过CRISPR/Cas9介导的基因组编辑技术转化酿酒酵母S. cerevisiae NaDUR1,2-Δcar1,在敲除CAR1和过表达DUR1,2基因的基础上过表达DUR3基因,获得工程菌S. cerevisiae NaDUR1,2/DUR3-Δcar1。实验室黄酒发酵实验结果表明,与亲本菌株S. cerevisiae Na相比,工程菌S. cerevisiae NaDUR1,2/DUR3-Δcar1所酿黄酒发酵液中尿素含量降低了92. 1%,EC含量降低了58. 6%;与出发菌株S. cerevisiae NaDUR1,2-Δcar1相比,工程菌S. cerevisiae NaDUR1,2/DUR3-Δcar1所酿黄酒发酵液中尿素含量降低了43. 4%,EC含量降低了16. 2%。过表达DUR3的工程菌S. cerevisiae NaDUR1,2/DUR3-Δcar1具有"尿素吸收"的能力,减少EC的形成。借助CRISPR/Cas9系统,构建的酵母工程菌无外源抗性基因的引入,具有工业化应用的潜在可能性。     

烟草NtLS基因RNA干扰表达载体的构建及遗传转化

腋芽的形成涉及多个调控基因,其中关键基因编码的蛋白属于植物特有的GRAS蛋白家族,它的突变或功能缺失将影响腋生分生组织的形成。笔者利用RACE技术克隆了烟草NtLS基因(GenBank登录号EU935581),NtLS与调控植物腋生分生组织形成的基因LS/LAS/MOC1序列高度相似。本研究从该基因上选取干扰片段,构建了含有反向重复序列的RNAi干扰表达载体,并通过农杆菌侵染的方法转染烟草W38,以期为NtLS基因的功能研究奠定基础。     

CRISPR/Cas9介导的酿酒酵母ADH2基因中断及反义RNA干扰GPD1的表达

CRISPR/Cas9是一个简单、高效的用于靶向目的基因和无标记的基因组工程的工具。本文通过构建酿酒酵母沉默组件PGK-SGPD1-CYC1,使甘油-3-磷酸脱氢酶I(Glycerol-3-phosphate dehydrogenase,GPD1)基因在PGK强启动子、CYC1终止子在特定区域内进行干扰和表达。应用CRISPR/Cas9基因编辑技术,在中断乙醇脱氢酶Ⅱ(alcohol dehydrogenase Ⅱ,ADH2)基因的同时,定点敲入GPD1基因的反义干扰组件,从而特定地干扰GPD1的表达。采用高效的酵母化学转化法将反应组件敲入酿酒酵母Y1H中,CRISPR/Cas9介导的同源重组效率达43.48%,由此获得了ADH2基因中断和GPD1反义干扰的酿酒酵母突变株。发酵实验结果表明,酿酒酵母突变菌株SG1-1与出发菌株Y1H相比,乙醇产率提高了9.07%,甘油产率下降了12.05%,乙酸产率下降了12.30%,结果表明通过中断ADH2基因及插入GPD1反义干扰组件,既能够中断ADH2基因的功能,减少乙醇转化为乙醛,同时也能在一定程度上干扰GPD1基因的表达,提高乙醇产率。     

基于CRISPR/Cas9系统对乳酸乳球菌进行绿色荧光蛋白标记

乳酸乳球菌是治疗剂在体内运送的良好载体,研究其在体内的真实运送情况需对其进行标记。该实验利用CRISPR/Cas9系统对乳酸乳球菌(Lactococcus lactis)NZ9000进行增强型绿色荧光蛋白(enhanced green fluorescent protein, eGFP)标记,用于研究乳酸乳球菌在体内的运送,评价其作为益生菌的功能。基于该实验室已构建的乳酸乳球菌CRISPR/Cas9编辑质粒pLL25构建重组质粒pYSH,其上携带eGFP及同源臂,电转入乳酸乳球菌NZ9000感受态细胞中,将基因组中的乳酸脱氢酶基因(ldh)替换为绿色荧光蛋白基因,从而使Lactococcus lactis NZ9000获得标记,表达绿色荧光蛋白。对绿色荧光标记的Lactococcus lactis NZ9000突变株,酶标仪定量分析eGFP的表达强度。荧光强度定量分析结果表明,在乳酸乳球菌不同生长阶段,eGFP基因均能稳定表达。     

基于CRISPR/Cas9系统对乳酸乳球菌进行绿色荧光蛋白标记

乳酸乳球菌是治疗剂在体内运送的良好载体,研究其在体内的真实运送情况需对其进行标记。该实验利用CRISPR/Cas9系统对乳酸乳球菌(Lactococcus lactis)NZ9000进行增强型绿色荧光蛋白(enhanced green fluorescent protein, eGFP)标记,用于研究乳酸乳球菌在体内的运送,评价其作为益生菌的功能。基于该实验室已构建的乳酸乳球菌CRISPR/Cas9编辑质粒pLL25构建重组质粒pYSH,其上携带eGFP及同源臂,电转入乳酸乳球菌NZ9000感受态细胞中,将基因组中的乳酸脱氢酶基因(ldh)替换为绿色荧光蛋白基因,从而使Lactococcus lactis NZ9000获得标记,表达绿色荧光蛋白。对绿色荧光标记的Lactococcus lactis NZ9000突变株,酶标仪定量分析eGFP的表达强度。荧光强度定量分析结果表明,在乳酸乳球菌不同生长阶段,eGFP基因均能稳定表达。     

CRISPR/Cas生物传感器检测食源性病原体的研究进展

食源性病原体引起的食源性疾病严重威胁着人类的健康,灵敏且快速检测食源性病原体成为预防疾病发生的重要手段。生物传感器具有灵敏度高,无需富集即可实时定量,易于现场检测等优点。CRISPR/Cas系统与生物传感器结合可提高生物传感器检测的灵敏度和准确性。本文介绍CRISPR/Cas系统的分类及作用机制,回顾基于CRISPR/Cas的各种生物传感器检测食源性病原体的方法,包括荧光传感器、电化学传感器和侧流层析试纸,分析应用不同Cas蛋白检测的优缺点,为食源性病原体的检测提供借鉴。     

CRISPR/Cas系统在食品质量安全检测中的应用研究进展

规律间隔成簇短回文重复序列及其相关蛋白(clustered regularly interspaced short palindromic repeats-associated,CRISPR/Cas)是基于细菌和古细菌等原核生物的一种适应性免疫系统,因其可编程性和易操作的优点已被开发为基因编辑技术,并且凭借其快速和高效...     

利用基因敲除技术破坏酿酒酵母乙醇脱氢酶Ⅱ基因的初步研究

文中采用醋酸锂转化法，将一段目的基因转入到酵母体内，破坏酵母乙醇脱氢酶Ⅱ基因的表达。通过对目的基因的扩增和乙醇脱氢酶Ⅱ酶活检测验证基因敲除情况，并通过传代抗性试验验证突变株遗传稳定性良好。     

基于CRISPR/Cas12b的乳粉中克罗诺杆菌属检测

目的:开发一种基于CRISPR/Cas12b的克罗诺杆菌属分子检测方法。方法:以克罗诺杆菌菌属特异性基因序列为候选区域,针对区域设计扩增引物和向导RNA靶向序列,对其进行条件优化、特异性检测、反应体系优化,并用人工污染样品对体系的灵敏度、重复性进行验证。结果:该方法的特异性很好,方法的灵敏度达0.01 ng/μL,在人工污染样品中可检测到初始菌量<10 CFU/g的样品,方法检出限<10 CFU/100 g。对市售的51份乳粉样品进行检测,结果与传统国标方法一致。结论:建立的CRISPR/Cas12b方法可用于乳粉中克罗诺杆菌属的快速检测。     

丝状真菌基因敲除技术研究进展

丝状真菌在自然界分布广泛，与人类的生产、生活密切相关。近年来，对于其基因功能的研究取得了较大的进展，一系列转化和基因操作技术已在不同的丝状真菌中得到运用。许多对于工业、农业和医药卫生具有重要意义的丝状真菌已经完成或正在进行全基因组序列测定。作者简述了丝状真菌基因敲除的历史，重点介绍了近年来基因敲除技术在丝状真菌研究中的进展，并对冀在丝状真菌基因功能研究、工业菌株改良等方面进行了展望。     

乳酸菌基因敲除技术的研究进展

乳酸菌是革兰氏阳性菌,广泛用于食品、医药、轻工业及饲料工业等行业。对乳酸菌进行遗传操作是调节、优化其代谢途径的基础。通过基因敲除技术改造乳酸菌基因组,可以判断基因组中未知基因所编码产物的功能,有目的、有选择地使乳酸菌生产有益的异源基因产物。基因敲除技术已成为当前乳酸菌分子生物学研究的热点。文中对几种乳酸菌基因敲除策略研究进展及影响敲除效率的因素进行了综述,分析存在的问题并初步探讨展望了乳酸菌敲除技术的未来发展趋势。